一种用于水体原位修复的沉水植物-生态界面系统及其制备方法和用途

1.本发明属于环境保护技术领域，涉及一种用于污染河道、湖泊、池塘等水体原位治理的沉水植物-生态界面系统及其制备方法。


背景技术：

2.水体氮、磷污染，河道淤泥等，造成了生态系统的严重退化。应用植物和微生物进行生物强化水体污染的治理和生态修复，是常用的技术手段。其中，用沉水植物构建水下森林进行原位修复，净水水体，改善底质的同时，更易于恢复生态，营造景观，具有广泛的应用需求。
3.沉水植物的种植，成活是个较大的问题，对水环境要求比较高。现有的沉水植物的种植无水种植需要抽干水体，费时费力，之后不能成活也难以补救。有水种植施工存在诸多困难。种植沉水植物时，对水体底质和环境有一定的要求，需要相对稳定，底质以泥沙为主，硬质、污染严重的底质，沉水植物难以成活。常见的方法是经过清淤处理后再进行沉水植物种植，成本高昂，且清淤后的残留污染物也会影响沉水植物种植和生长。
4.稳定的底质环境是沉水植物种植的重要条件，因此，构建种植于生态界面的沉水植物，易于在原位种植、易于成活，形成的基底和植物的混合物，有大量微生物生长，将植物和微生物有机结合在一起形成高效的生物修复复合体，形成生物处理系统，将具有显著的污染去除、水质净化和水体生态修复效果，可有效解决现有存在的问题。


技术实现要素：

5.为解决上述问题，本发明的目的在于提供一种用于水体原位治理的沉水植物-生态界面系统，通过为沉水植物提供调控生长的功能微生物群落和肥料，使沉水植物在生态界面扎根，与生态界面形成植物根际微生物环境，形成稳定的复合体，构建生态界面系统，实现待修复水体中沉水植物的快速种植、底泥的封闭、水体的水质和生态原位修复。
6.本发明所述的沉水植物-生态界面系统，由沉水植物和天然木质丝状材料加工而成的毯状物即生态界面组成，沉水植物在生态界面上扎根生长，根系和生态界面融为一体，通过制备过程中用功能微生物，特别是固定化功能微生物调控沉水植物根系和生态界面融为一体后附着的微生物群落，以及形成的生物膜的微生物群落组成，使其具有特定的生态功能。
7.一方面，本发明提供了一种沉水植物-生态界面系统，包括沉水植物、生态界面和泥浆混合物；所述生态界面为木质丝状材料加工而成的毯状物；所述泥浆混合物中含有固定化微生物，所述固定化微生物包括微生物和包载微生物的载体。
8.进一步地，所述泥浆混合物中还含有磷酸铵镁。
9.进一步地，所述泥浆混合物包括水4.0-5.0份，底泥4.0-5.0份，磷酸铵镁0.5-1.0份，固定化微生物0.5-1.0份。
10.进一步地，当用于氮污染水体时，所述微生物包括硝化微生物和/或反硝化微生物；当用于cod超标的污染水体时，所述微生物包括短小芽孢杆菌和/或肠杆菌。
11.进一步地，当用于氮污染水体时，所述微生物包括2.5份硝化微生物和7.5份反硝化微生物，活菌总数≥100亿个/克；当用于cod超标的污染水体时，所述微生物包括5.5份短小芽孢杆菌和4.5份肠杆菌，活菌总数≥100亿个/克。
12.进一步地，所述包载微生物的载体包括海藻酸钠、琼脂、硅藻土和cacl2。
13.进一步地，所述沉水植物为苦草种子；所述生态界面为椰丝毯，厚度为1.5～3cm；所述苦草种子铺洒于椰丝毯表面；所述泥浆混合物覆盖在椰丝毯和苦草种子上，泥浆混合物覆盖厚度为1～2mm。
14.作为优选，沉水植物-生态界面系统制备中，沉水植物为市售苦草种子；生态界面为市售由天然椰丝加入交联剂和亲水辅料后热压形成的厚度在1.5-3cm，完全浸水后可沉入水底的椰丝毯；所用固定化微生物颗粒的制备方法如下：包载体系包含1份的4％的海藻酸钠水溶，1份的2.5％-3.2％的琼脂水溶液，共混后水浴加热维持在60℃，加入0.6份的硅藻土搅拌均匀，冷却至50℃以下加入0.2-0.4份的复合菌剂，进一步混合倒入模具，自然冷却成型后浸入4％cacl2水溶液中固化4h后，最后用去离子水洗净沥干，切割为5*5*5mm大小固定化功能微生物颗粒备用；所述复合菌剂的组成，根据沉水植物-生态界面系统拟应用的水体污染状况决定，常见氮污染水体优选复合菌剂的组成为欧洲亚硝化单胞菌ne-1(nitrosomonas europaea ne-1)(中国典型培养物保藏中心编号：cctcc no：m2019754)和具有好氧反硝化功能的施氏假单胞菌zh-14(pseudomonas stutzeri zh-14)(中国典型培养物保藏中心编号：cctcc no：m2018730)，制备获得的菌粉活菌总数≥100亿个/克，复合菌中含有2.5份的欧洲亚硝化单胞菌ne-1和7.5份的施氏假单胞菌zh-14。该复合菌中具有硝化和好氧反硝化功能的微生物，也可以由其它市售的活菌总数≥100亿个/克的硝化和好氧反硝化功能微生物合格产品替代，其复合比例同样为1:3；常见cod超标的污染水体，由短小芽孢杆菌bsk-9(bacillus pumilus bsk-9)(中国典型培养物保藏中心编号：cctcc no：m2017221)和肠杆菌aoz-1(enterobacter sp.aoz-1)(中国典型培养物保藏中心编号：cctcc no：m2017219)组成，制备获得的菌粉活菌总数≥500亿个/克，复合菌中含有5.5份的bsk-9和4.5份的aoz-1。
15.另一方面，本发明提供了如上所述的沉水植物-生态界面系统的制备方法，所述方法包括以下步骤：
16.1)将苦草种子浸泡清水中，培养至萌发白芽；
17.2)用清水浸润生态界面，再将生态界面盛载在容器内，使生态界面保持湿润；
18.3)将萌发白芽的苦草种子铺撒于生态界面表面，覆盖泥浆混合物，加待修复水体或清水至生态界面厚度；
19.4)待幼苗长出，增加水量使其浸没，直至苦草茎叶长至7-9cm，根系穿透生态界面，即可制备完成备用。
20.在一些方式中，所述沉水植物-生态界面系统制备步骤如下：
21.1)将苦草种子浸泡清水中，在20℃培养至萌发白芽；
22.2)用清水浸润生态界面，并使盛载生态界面的容器保留约1cm的水，使生态界面保持湿润；
23.3)将萌发白芽的苦草种子均匀铺撒于生态界面表面，覆盖厚1-2mm的泥浆混合物，其组成为：水4.0-5.0份，待用于修复水体底泥4.0-5.0份，磷酸铵镁0.5-1.0，固定化微生物0.5-1.0份，在20-25℃放置24h后，加待待用于修复水体或清水至生态界面厚度；
24.4)3-5d后待幼苗长出，增加水量使其浸没，直至苦草茎叶长至5cm，根系穿透生态界面，即可制备完成备用。
25.制备完成的沉水植物-生态界面，用于污染河道、湖泊、池塘等水体原位治理，直接移出培养装置铺设于待修复水体即可。
26.再一方面，本发明提供了一种水体原位修复的方法，主要通过将如上所述方法制备的沉水植物-生态界面系统移出培养装置，铺设于待修复水体底部。
27.再一方面，本发明提供了一种泥浆混合物用于制备沉水植物-生态界面系统的用途，所述泥浆混合物中含有固定化微生物和磷酸铵镁。
28.本发明的有益效果为：1)制备完成的沉水植物-生态界面，成为可便捷移动和使用的沉水植物-微生物复合体，形成一个独特的生化系统，通过植物的生长和营养物质吸收改善水质、提高水体溶氧，扎根与生态界面形成的植物根际微生物环境，附着于基质的微生物群落形成生物膜具备高效的污染物降解和转化能力，覆盖于底质后形成沉积物-水界面的生化隔离层，具备高效的物质转化和能量流动调控能力，有效减少水体内源释放，从而达到水体污染修复和生态恢复的有益效果；2)制备的沉水植物-生态界面，自然形成一个稳定的复合体，移植到各类天然水体进行原位修复，对底质环境要求低，大多数水体无需清淤，施工便捷、种植成活率高、作用快速，效果持久，便于维护，成本低。3)水体应用该沉水植物-生态界面后，在底部形成以植物-微生物为主体的稳定环境，有利于原生动物、后生动物的生长，进而促进水体生物链的形成，水体生态的恢复。
29.因此，本发明制备的沉水植物-生态界面能够有效改善现有用沉水植物净化水体面临的种植环境要求高、施工难度大、种植成活率低、净水见效慢、维护成本高等难题，将植物和微生物有机结合在一起形成高效的生物修复复合体，具有显著的污染去除、水质净化和水体生态修复效果，在水体污染治理领域有着良好的应用前景。
附图说明
30.图1为实施例1中的苦草-生态界面系统制备过程示意图；
31.图2为实施例1中的苦草-生态界面的扫描电镜照片；
32.图3为实验例1.1.1中的中浓度氨氮污水的处理效果结果示意图；
33.图4为实施例1.1.2中的高浓度氨氮污水的处理效果结果示意图；
34.图5为实施例2.1.1中的稀释性曲线图；
35.图6为实验例2.1.2细菌群落结构组成和相对丰度(门水平)的柱状图；
36.图7为实验例2.1.2细菌群落结构组成和相对丰度(属水平)的柱状图；
37.图8为实验例2.1.3微生物群落的pcoa分析图；
38.图9为实施例2.2.1中的反硝化细菌稀释性曲线图；
39.图10为实验例2.2.2反硝化细菌群落结构组成和相对丰度(门水平)的柱状图；
40.图11为实验例2.2.2反硝化细菌群落结构组成和相对丰度(属水平)的柱状图；
41.图12为实验例2.2.3反硝化微生物群落的pcoa分析图。
具体实施方式
42.下面结合附图对本发明的优选实施例作进一步详细描述，需要指出的是，以下实施例旨在便于对本发明的理解，而对其不起任何限定作用，本发明的实施例中公开的所有特征，或公开的所有方法或过程中的步骤，除了互相排斥的特征和/或步骤以外，均能够以任何方式组合。
43.实施例：沉水植物-生态界面系统的制备
44.实施例1
45.1.1制备材料的准备
46.苦草种子采购自南京田福水草种植专业合作社，生态界面采购自上海沐瑛生态科技有限公司，厚度约2.0cm；复合菌剂采用以下方式制备：取由武汉科诺生物科技有限公司代加工的欧洲亚硝化单胞菌ne-1和施氏假单胞菌zh-14(pseudomonas stutzeri zh-14)菌粉，按照1:3的比例混合；准备的包载体系包含1份的4％的海藻酸钠水溶，1份的3.0％的琼脂水溶液，共混后水浴加热维持在60℃，加入0.6份的硅藻土搅拌均匀，冷却至50℃以下加入0.2-0.4份的复合菌剂，进一步混合倒入模具，自然冷却成型后浸入4％cacl2水溶液中固化4h后，最后用去离子水洗净沥干，切割为5*5*5mm大小固定化功能微生物颗粒，备用。
47.1.2苦草-生态界面的制备
48.1)将采购的苦草种子浸泡清水中，在20℃培养至萌发白芽；
49.2)将生态界面放入托盘中，用清水浸润，并使托盘保留约1cm的水，使生态界面保持湿润；
50.3)将萌发白芽的苦草种子均匀铺撒于生态界面表面，覆盖厚1mm的泥浆混合物，其组成为：水4.0份，采集自杭州钱家河农科院段的底泥5.0份，磷酸铵镁0.5份，固定化微生物0.5份，在混合均匀后使用；在20-25℃放置24h后，加钱家河河水至与托盘内生态界面厚度相当的2.0cm；
51.4)3-5d后待幼苗长出，增加水量使其浸没，直至苦草茎叶长至7-9cm，检查根系情况，发现已穿透生态界面，制备完成。制备过程示意图如图1所示。
52.1.3苦草-生态界面的扫描电镜观察
53.制备完成后的苦草-生态界面，从苦草叶面、根部和生态界面表面经扫描电镜观察(图2)，苦草叶面有微生物大量附着，苦草根部附着在逐步形成生物膜，生态界面上形成有生物膜。本实施例将沉水植物根系与生态界面紧密结合(苦草的根密生于生态界面中连为一体)，其中根际微生物以及附着生态界面形成的生物膜，形成一个具有降解能力的微生物系统。
54.实施例2
55.本实施例与实施例1制备方法相同，区别之处在于本实施例的1.2步骤中的磷酸铵镁为0.8份，测量苦草-生态界面的幼苗株总长为12.5
±
1.8cm。
56.实施例3
57.本实施例与实施例1制备方法相同，区别之处在于本实施例的1.2步骤中的磷酸铵镁为1份，测量苦草-生态界面的幼苗株总长为13.0
±
1.5cm。
58.实施例4
59.本实施例与实施例1制备方法相同，区别之处在于本实施例的1.2步骤中的不含磷
酸铵镁，测量苦草-生态界面的幼苗株总长为9.5
±
1.2cm。
60.实验例1沉水植物-生态界面对氮污染水体的净化效果
61.1.1沉水植物-生态界面对模拟底质氮释放及微生物的影响
62.试验样品：本试验包括6个组别，分别为空白对照组(ck)、固定化微生物组(g)、苦草组(v)、苦草+固定化微生物组(vg)，即实施例1制备的沉水植物-生态界面系统、苦草+游离菌组(vf)、游离菌组(f)，每组3个重复，每个组别的生态界面相同，区别之处在于植物和微生物。
63.试验方法：取污染的河水(浙江省杭州市郊河道——钱家河)，用特定容器盛装，测定初始水样参数后，用nh4cl调节初始氨氮浓度，初始氨氮浓度分别约为2～2.5mg/l(中浓度)、4～5mg/l(高浓度)，然后将样品分装于各水箱中，每天利用50ml离心管取样，并测定水体tn、nh
4+-n、no
3-‑
n、toc、do，连续检测7-10d，用于实验的生态界面面积为s＝0.217m2。
64.实验结束后，以整个生态界面-苦草作为一个整体，估算每平方米日均去除量氨氮量m
an
(mg
·
m-2
·
d-1
)，总氮去除量m
tn
(mg
·
m-2
·
d-1
)。
65.m
an
或m
tn
＝(c
0-cs)v/st
66.c0为初始水体氨氮或总氮浓度(mg
·
l-1
)；cs为实验结束后水体氨氮或总氮浓度(mg
·
l-1
)；v为实验用水体积(l)；s为生态界面面积(m2)；t为处理时间(d)。
67.1.1.1中浓度氨氮污水的处理效果
68.实验步骤：苦草生态界面联合固定化微生物每个水箱试验用水总体积为35l。采集河水并用氯化铵调节，调节后氨氮2.1～2.26mg/l，硝态氮为1.15～1.47mg/l，总氮3.67～3.73mg/l，溶氧8.38mg/l，实验温度20℃。
69.结果分析：经过8d的培养后，结果如图3所示。固定化微生物的加入会导致氨氮略微增加，并最终导致了水体氨氮与ck(空白对照)组相比有略微升高，但游离组与ck组差异不大。苦草+固定化微生物组氨氮去除率达到了97.3％，各组硝态氮先增加后降低，但空白组、游离菌组呈一直上升趋势，加入固定化的组硝态氮增加慢，并呈下降趋势，这是因为氨氮转化较少，细菌自身利用或反硝化作用较强。加入固定化微生物对水体tn去除明显强于ck与游离组，苦草+固定化组(84.2％)对tn去除也强于苦草(69.6％)与苦草+游离菌组(63.7％)，说明固定化菌剂的加入一定程度上加强了水体的反硝化作用。结合溶氧的变化来看，固定化微生物会使得水体溶氧下降快，从而有利于反硝化进行。总的来说，在中浓度条件下，沉水植物-生态界面处理氮污染水体，可显著提升氮的去除率，达到净水效果。
70.1.1.2高浓度氨氮污水的处理效果
71.实验步骤：试验中每个水箱用水体积同样为35l。采集河水并用氯化铵调节，调节后氨氮为4.18～4.47mg/l，硝态氮为1.19～1.34mg/l，总氮5.38～5.64mg/l，溶氧8.65～9.45mg/l，实验温度20℃。
72.结果分析：经过8d的培养后，所得结果如图4所示。在高浓度试验中，苦草生态界面+固定化微生物组(82.6％)氨氮去除率显著高于苦草生态界面组(63.4％)。加入固定化微生物对水体tn去除明显强于ck(空白对照)组与游离组，苦草+固定化组(62.4％)对tn去除也强于苦草(45.9％)与苦草+游离菌组(48.6％)，说明固定化菌剂的加入一定程度上加强了水体的反硝化作用。与中浓度的实验结果相比，总氮的去除量显著增加。总的来看，在高浓度条件下，沉水植物-生态界面处理氮污染水体，仍然能够较强的氨氮去除效果，不受环
境影响。
73.实验例2沉水植物-生态界面系统处理不同浓度氮污染水体过程中微生物群落变化的高通量测序分析
74.实验样品：
75.沉水植物-生态界面系统处理不同浓度氮污染水体试验过程中，每2d采集200ml水样经0.22μm滤膜过滤，收集微生物，用以测序分析，各组样品如表1和表2所示。
76.表1：中浓度氨氮下沉水植物-生态界面系统试验样品
[0077][0078]
表2：高浓度氨氮下沉水植物-生态界面系统试验样品
[0079][0080]
2.1细菌16s rdna基因多样性分析
[0081]
2.1.1细菌群落alpha多样性分析
[0082]
采用高通量测序，对苦草生态界面联合固定化微生物处理不同浓度氨氮污水过程中水体细菌多样性和群落结构变化进行分析，中浓度试验组样品测序序列数最少为43283条，高浓度试验组样品测序序列数最少为42454条。序列比对后划分可操作分类单元otu(相似性》97％)，中浓度实验19个样本中共获得2626个otu，各样本的otu数量在487-1073之间，分别对应sf3a(游离菌试验组第6d样品)和sv1a(苦草生态界面第2d样品)。高浓度实验19个样本中共获得2609个otu，各样本的otu数量在538-1272之间，分别对应sck3b(ck组第6d样品)和svc1b(苦草生态界面+固定化菌试验组第2d样品)。以随机抽到的序列数其比对获得的otu种类绘制稀释曲线，可以看到所有样品的otu数量随着测序量的增加快速增加，随后逐渐放缓，表明测序深度能够覆盖绝大多数细菌otu。
[0083]
结果分析：结果如图5所示，以测序数量最低样本所测得的序列数为基准，从其它
试验组样本中随机抽取相同的序列数，获得对应样本的otu数量，用于计算试验组各个样本的alpha多样性。chao指数和shannon指数用以分析各样本中微生物群落的丰度和多样性。在苦草生态界面联合固定化微生物处理中浓度氨氮污水过程中，不同对照组在不同时间样品的chao指数，最大的是svc1a(苦草生态界面+固定化菌试验组第2d样品)，为1364；最小的是sf3a(游离菌试验组第6d样品)，为575。shannon指数最大的是sca(对照组第1d样品)，为4.29，最小的是sv3a(苦草组第6d样品)，为2.74。如表3所示。
[0084]
表3中浓度氨氮污水过程中水体的alpha多样性
[0085][0086][0087]
在苦草生态界面联合固定化微生物处理高浓度氨氮污水过程中，不同对照组在不同时间样品的chao指数最大的是svc1b(苦草生态界面+固定化菌试验组第2d样品)，为1487，最小的是sck3b(对照组第6d样品)，为630；shannon指数最大的是sckb(对照组第1d样
品)，为4.38，最小的是svc3b(苦草生态界面+固定化菌试验组第6d样品)，为2.54。如表4所示。
[0088]
表4高浓度氨氮污水过程中水体的alpha多样性
[0089][0090][0091]
结果分析：比较实验中各个样品的alpha多样性分析结果，无论是中浓度氨氮污水，还是高浓度氨氮污水中，含有苦草生态界面的试验组，如sv(苦草生态界面)、svf(苦草生态界面+游离菌)、svc(苦草生态界面+固定化菌)，在处理7d后水体样本的chao指数要显著高于ck(空白对照)组，相反地，shannon指数则降低，表明苦草的存在提高了物种丰富度。添加固定化菌剂的实验组，如sc(固定化菌)组，呈现出chao指数降低而shannon指数增高的趋势，表明菌剂的投加，使得多样性增加。不同处理的实验组，在处理中、高浓度氮污染水体过程中，chao指数和shannon指数整体均呈现下降的趋势，与水体氨氮的去除趋势一致，这是相关功能菌在处理过程中不断强化的原因。
[0092]
2.1.2细菌群落结构特征
[0093]
如图6所示，对所有样品获得的otu进行注释，结果显示细菌种类归属于49个门869个属。样品细菌主要集中在变形菌门(proteobacteria)、放线菌门(actinobacteria)、厚壁菌门(firmicutes)、拟杆菌门(bacteroidetes)、疣微菌门(verrucomicrobia)蓝藻菌门(cyanobacteria)、浮霉菌门(planctomycetes)、unclassified、绿弯菌门(chloroflexi)、bacteria_unclassified等10个菌门。而变形菌门(proteobacteria)、放线菌门(actinobacteria)、拟杆菌门(bacteroidetes)、蓝藻菌门(cyanobacteria)含量合计除sck3(84.0％)、sc1b(89.0％)、sc3b(89.8％)外均超过90.5％，表明体系细菌在门的水平上稳定性比较高。在2mg
·
l-1
浓度试验中，试验后水样菌门与sck相比，sc、sf组proteobacteria微生物丰度无变化，而actinobacteria丰度有显著增加约15％。sv、svc、svf组proteobacteria微生物丰度显著增加约14.7％～19.6％，actinobacteria丰度降低约4.5％～8.0％。在4mg/l浓度试验中，试验后水样菌门与sck相比，sc、sf组基本无变化，sv、svc、svf组proteobacteria微生物丰度显著增加约10.6％～22.8％，bacteroidetes丰度降低7.7％～14.0％。说明苦草的存在提高了proteobacteria丰度，但会降低actinobacteria丰度。不同浓度对比时可以发现，在较高氨氮浓度下sc、sf的actinobacteria显著降低，proteobacteria有提高、sv、svc、svf组bacteroidetes丰度显著减少。
[0094]
如图7所示，在属的水平上，相对丰度较高的包括comamonadaceae_uncultured、pseudorhodoferax、hgci clade、flavobacterium、enterobacter、nevskia、brevundimonas、sphaerotilus、polynucleobacter、rhodobacter等。水质处理后对比sck组，sv、svc、svf组pseudorhodoferax丰度有显著增加(14.0％～43.2％)，而sc、sf组在2mg/l浓度试验样品中则表现出hgci clade的丰度显著增高。在4mg/l浓度试验样品中sc组则表现出enterobacter增加，各组的comamonadaceae_uncultured丰度则都有不同程度的降低(1.4％～36％)。说明苦草的存在能提高pseudorhodoferax的丰度，固定化菌剂和苦草都会降低comamonadaceae_uncultured的丰度。对比不同浓度来看，在较高浓度下固定化或苦草会提高comamonadaceae_uncultured的丰度，但会降低flavobacterium的丰度。
[0095]
2.1.3细菌群落结构差异的主坐标分析
[0096]
如图8所示，对处理不同浓度氮污染水体过程中不同时间样品中细菌群落结构的差异进行主坐标分析。初始待测水样sca、scb与含苦草生态界面的试验组(sv、svc、svf组)和不含苦草生态界面试验组(sc、sck、sf组)水样中细菌群落结构差异显著，分为三个部分，表明与初始水样相比，各试验组及其在处理氮污染水体的过程中，细菌群落结构都发生了显著变化。含苦草生态界面的试验组与不含苦草生态界面的试验组之间细菌群落结构的显著差异，表明苦草生态界面对试验水体中细菌群落结构变化的影响远大于投加净水功能菌对水体细菌群落结构的影响。相较于对照组，投加游离和固定化的净水功能菌试验组，细菌群落结构均发生显著变化，且对水体细菌群落结构变化的影响不同。
[0097]
2.2反硝化功能基因nirs多样性分析
[0098]
2.2.1反硝化细菌群落的alpha多样性分析
[0099]
如图9所示，选择反硝化功能基因nirs，采用高通量测序分析苦草生态界面联合固定化微生物处理不同浓度氨氮污水过程中反硝化细菌的多样性和群落结构变化。中浓度试
验组样品测序序列数最少为41721条，高浓度试验组组样品测序序列数最少为41559条。序列比对后划分可操作分类单元otu(相似性》97％)，中浓度实验19个样本中共获得4241个otu，各样本的otu数量在438-1720之间，分别对应sf3a(游离菌试验组第6d样品)和svc1a(苦草生态界面+固定化菌试验组第2d样品)。高浓度实验19个样本中共获得3780个otu，各样本的otu数量在466-1249之间，分别对应sf2b(游离菌试验组第4d样品)和svc1b(苦草生态界面+固定化菌试验组第2d样品)。以随机抽到的序列数及其比对获得的otu种类绘制稀释曲线，结果表明测序深度能够覆盖绝大多数反硝化细菌otu。
[0100]
结果分析：以测序数量最低样本所测得的序列数为基准，从其它试验组样本中随机抽取相同的序列数，获得对应样本的otu数量，用于计算试验组各个样本中反硝化细菌的alpha多样性。chao指数和shannon指数用以分析各样本中反硝化微生物群落的丰度和多样性。处理中浓度氨氮污染水体不同试验组在不同时间样品的chao指数，最大的是svc1a(苦草生态界面+固定化菌试验组第2d样品)，为1896；最小的是sf3a(游离菌试验组第6d样品)，为485。shannon指数最大的是scka(对照组第1d样品)，为5.97，最小的是sc1a(固定化菌组第2d样品)，为3.7。如表5所示。
[0101]
表5中浓度氨氮污水过程中水体反硝化细菌的alpha多样性
[0102]
[0103][0104]
处理高浓度氨氮污水过程中，不同对照组在不同时间样品的chao指数和shannon指数最大的均是sckb(对照组第1d样品)，分别为2044和6.16，最小的同样是sf2b(游离菌试验组第4d样品)，分别为517和3.41。如表6所示。
[0105]
表6高浓度氨氮污水过程中水体反硝化细菌的alpha多样性
[0106][0107][0108]
结果分析：比较实验中各个样品中反硝化功能基因的alpha多样性分析结果，在中浓度氨氮污水处理过程中，试验7d后svc(苦草生态界面+固定化菌)组chao指数显著高于
sck组，而shannon指数相差不大，表明苦草生态界面与固定化细菌提高了反硝化菌的物种丰富度。在高浓度氨氮污水处理试验中，有苦草生态界面存在的sv(苦草生态界面)、svf(苦草生态界面+游离菌、svc(苦草生态界面+固定化菌)组无论chao指数或shannon指数均显著高于sck(空白对照)组，表明苦草生态界面对反硝化微生物的物种丰富度多样性有显著的提升作用。
[0109]
2.2.2反硝化微生物的群落结构特征
[0110]
对所有样品nirs基因测序获得的otu进行注释，结果显示反硝化细菌种类归属于7个门150个属。无论中浓度或是高浓度氨氮污水处理试验组中，不含苦草生态界面对试验组(sv、svc、svf、sck)反硝化细菌94.6％以上都集中在变形菌门(proteobacteria)和未分类的(unclassified)细菌中。含有苦草生态界面的试验组(sv、svf、svc)中，归属于厚壁菌门(firmicutes)和放线菌门(actinobacteria)的反硝化细菌，占比在11.9％-33.3％之间，相较于不含有苦草生态界面的试验组，显著提高，表明苦草生态界面的应用，提高了反硝化细菌的物种丰度和多样性。如图10所示。
[0111]
在属水平上，除尚未分类的之外，属于arenimonas、paracoccus、azoarcus、rhizobacter、proteobacteria_norank、exiguobacterium、kocuria、dechloromonas、pseudomonas、paucibacter等10个属的反硝化微生物相对丰度较高。如图11所示。与sck组相比，svc组丰度增加的反硝化细菌所在属主要为azoarcus(8.8％～12.4％)、exiguobacterium(5.3％～23.2％)、kocuria(6.0％～7.0％)，丰度降低的反硝化菌所在属主要paucibacter(4.0％～9.9％)、arenimonas(7.0％～12.5％)。苦草生态界面所在的sv、svf、svc试验组，反硝化菌所在azoarcus、exiguobacterium、kocuria属丰度显著增加，而paucibacter菌属显著减少。与sv组相比，svc组在中浓度下rhizobacter、dechloromonas丰度分别提高7.8％、4.1％，高浓度下exiguobacterium，arenimonas的丰度分别提高16.3％，3.7％，对比svc组在不同浓度下的反硝化群落，高浓度氨氮下arenimonas，proteobacteria_norank、pseudomonas丰度有增加，rhizobacter、dechloromonas、unclassified有不同程度的降低，而sv、svc、svf组arenimonas属的反硝化细菌丰度有显著增加(3.0％～9.1％)属于rhizobacter的反硝化细菌丰度降低11.4％～19.9％。推测在svc组中rhizobacter、exiguobacterium、dechloromonas、arenimonas在tn的去除过程发挥了重要功能作用。
[0112]
2.2.3反硝化微生物群落结构差异的主坐标分析
[0113]
对处理不同浓度氮污染水体过程中不同时间样品中反硝化细菌群落结构的差异进行主坐标分析，如图12所示。含苦草生态界面的试验组(sv、svc、svf组)和不含苦草生态界面试验组(sc、sck、sf组)水样中反硝化细菌群落结构差异显著，表明苦草生态界面处理氮污染水体过程中，对反硝化细菌群落有着决定性的影响。相对于不含苦草生态界面试验组(sc、sck、sf组)水样中反硝化细菌群落结构在处理过程中随时间发生较大变化，含苦草生态界面的试验组中反硝化细菌群落结构在处理过程中相对稳定。苦草生态界面单独应用，以及和游离菌、固定化复合菌联合使用，反硝化细菌群落在处理过程中有显著差异，表明尽管苦草生态界面在氮污染水体去除过程中，对反硝化细菌群落有决定性影响，净水细菌的不同使用方式，也在一定程度上对反硝化细菌群落结构的变化产生影响，这与处理过程中氨氮的转化和总氮的去除过程，密切相关。
[0114]
沉水-植物生态界面用于村塘的原位治理
[0115]
为测试沉水植物-生态界面的实际应用效果，将实施例1所制备的苦草-生态界面在浙江海宁市许村镇杨渡村南浜池塘生态治理中进行应用。南浜池塘总面积约470平方米，平均水深85cm，水质为劣v类水。项目工程实施除安装推流曝气装置，使池塘溶解氧保持在3mg/l之上外，生态修复方法以沉水植物-生态界面上为主。将按照实施例1制备的苦草生态界面沿岸向内铺设于村塘底部，总面积约为200平方米。在2022年5月工程实施后，在一个半月的时间内，分别在5月22日、6月5日、6月31日，采样监测实施生态修复工程的杨渡村南浜池塘水体codcr、氨氮、总氮的变化情况。结果显示，经过约一个半月后，南浜鱼池水体codcr、氨氮、总氮分别降低了24.2％、35.2％和27.5％，具体如表7所示。
[0116]
表7：原位治理各项数据表
[0117][0118][0119]
综上所述：1)根据上述幼苗株长结果可知，实施例1-3的幼苗生长情况均优于实施例4，说明磷酸铵镁的加入有助于幼苗健康、茁壮成长，并进一步帮助生态界面上形成生物膜，从而有利于后续水位修复中的植入，这是因为，磷酸铵镁，又称鸟粪石，是缓释的氮、磷肥，不仅可以满足沉水植物生长、植入到种植土河道中，同时还不会影响水体或增加水体污染物。
[0120]
2)模拟污水净水实验表明，沉水植物-生态界面系统面对氨氮浓度为2～2.5mg/l与4～5mg/l的水体中nh
4+-n去除量约为46.85～65.15mg
·
m-2
·
d-1
，tn去除量约为29.13～41.8mg
·
m-2
·
d-1
。
[0121]
3)苦草生态界面+固定化菌剂(m5)7天对中浓度(2～2.5mg/l)nh
4+-n去除率97.3％，tn去除率84.2％。对高浓度(4～5mg/l)nh
4+-n去除率82.6％，tn去除率62.4％。固定化微生物的加入增强了tn去除能力。水样高通量测序结果表明，细菌种类归属于49个门869个属。变形菌门、拟杆菌门、蓝藻菌门、放线菌门占主要优势，变形菌门为最优势菌门。沉水植物-生态界面系统处理模拟污水过程中提高了水体变形菌门的丰度，降低了放线菌门的丰度。高氨氮浓度下沉水植物-生态界面系统试验组拟杆菌门丰度显著减少。反硝化细菌种类归属7个门、150个属。具有nirs基因的细菌94.6％以上都集中在变形菌门和未分类的(unclassified)细菌中。沉水植物-生态界面系统试验组改变了反硝化菌门丰度比例，提高了厚壁菌门和放线菌门反硝化菌门丰度，降低了变形菌门和unclassified反硝化菌门的丰度，在应用到水体时，缓释的微生物，定向用硝化微生物或反硝化微生物，会在生态界面系统中形成脱氮微生物群落，用去除cod的微生物则有利于降解有机物。
[0122]
4)现有的沉水植物通过陆上预培后再植入，类似于草坪种植的原理，种植困难，对
环境要求高，而本发明所用的生态界面，实际操作简单，同时由于是纯天然材料，对环境无污染，和沉水植物一起种植完成，经过较长时间后，因缓慢降解变化，就成为和底质一体的状态，无任何残留。
[0123]
以上所述的实施例对本发明的技术方案进行了详细说明，应理解的是以上所述仅为本发明的具体实施例，并不用于限制本发明，凡在本发明的原则范围内所做的任何修改、补充或类似方式替代等，均应包含在本发明的保护范围之内。

技术特征：
1.一种沉水植物-生态界面系统，其特征在于，包括沉水植物、生态界面和泥浆混合物；所述生态界面为木质丝状材料加工而成的毯状物；所述泥浆混合物中含有固定化微生物，所述固定化微生物包括微生物和包载微生物的载体。2.如权利要求1所述的沉水植物-生态界面系统，其特征在于，所述泥浆混合物中还含有磷酸铵镁。3.如权利要求2所述的沉水植物-生态界面系统，其特征在于，所述泥浆混合物包括水4.0-5.0份，底泥4.0-5.0份，磷酸铵镁0.5-1.0份，固定化微生物0.5-1.0份。4.如权利要求3所述的沉水植物-生态界面系统，其特征在于，当用于氮污染水体时，所述微生物包括硝化微生物和/或反硝化微生物；当用于cod超标的污染水体时，所述微生物包括短小芽孢杆菌和/或肠杆菌。5.如权利要求4所述的沉水植物-生态界面系统，其特征在于，当用于氮污染水体时，所述微生物包括2.5份硝化微生物和7.5份反硝化微生物，活菌总数≥100亿个/克；当用于cod超标的污染水体时，所述微生物包括5.5份短小芽孢杆菌和4.5份肠杆菌，活菌总数≥100亿个/克。6.如权利要求5所述的沉水植物-生态界面系统，其特征在于，所述包载微生物的载体包括海藻酸钠、琼脂、硅藻土和cacl2。7.如权利要求6所述的沉水植物-生态界面系统，其特征在于，所述沉水植物为苦草种子；所述生态界面为椰丝毯，厚度为1.5～3cm；所述苦草种子铺洒于椰丝毯表面；所述泥浆混合物覆盖在椰丝毯和苦草种子上，泥浆混合物覆盖厚度为1～2mm。8.如权利要求1～7任一项所述的沉水植物-生态界面系统的制备方法，其特征在于，包括以下步骤：1)将沉水植物浸泡清水中，培养至萌发白芽；2)用清水浸润生态界面，再将生态界面盛载在容器内，使生态界面保持湿润；3)将萌发白芽的沉水植物铺撒于生态界面表面并覆盖泥浆混合物，然后加待修复水体或清水至生态界面的厚度；4)待幼苗长出，增加水量使其浸没，直至沉水植物茎叶长至5cm以上，根系穿透生态界面。9.一种水体原位修复的方法，其特征在于，将如权利要求8所述方法制备的沉水植物-生态界面系统移出容器，铺设于待修复水体底部。10.一种泥浆混合物用于制备沉水植物-生态界面系统的用途，其特征在于，所述泥浆混合物中含有固定化微生物和磷酸铵镁。

技术总结
本发明提供了一种用于水体原位治理的沉水植物-生态界面系统，通过为沉水植物提供调控生长的功能微生物群落和肥料，使沉水植物在生态界面扎根，与生态界面形成植物根际微生物环境，构建沉水植物-生态界面系统，能够有效改善现有用沉水植物净化水体面临的种植环境要求高、施工难度大、种植成活率低、净水见效慢、维护成本高等难题；将植物和微生物有机结合在一起形成高效的生物修复复合体，具有显著的污染去除、水质净化和水体生态修复效果，在水体污染治理领域有着良好的应用前景。污染治理领域有着良好的应用前景。污染治理领域有着良好的应用前景。


技术研发人员：王新 汤江武 孙宏 姚晓红 沈琦 吴逸飞
受保护的技术使用者：浙江省农业科学院
技术研发日：2022.12.28
技术公布日：2023/8/4